World Gastroenterology Organisation Practice Guidelines
Febrero de 2018
Equipo de Revisión
Michael Farthing (RU)
Marco Albonico (Italia)
Zeno Bisoffi (Italia)
Donald A.P. Bundy (RU)
Dora Buonfrate (Italia)
Peter Chiodini (RU)
Peter Katelaris (Australia)
Paul Kelly (Zambia)
Lorenzo Savioli (Suiza)
Anton Le Mair (Países Bajos)
Declaración de financiamiento y conflictos de intereses
Todos los autores han declarado ausencia de conflictos de interés con respecto a la elaboración de este documento. Anton Le Mair se desempeña como asesor de elaboración de directrices para WGO
(Haga clic para expandir la sección)
Cascadas de la WGO: un conjunto jerárquico de opciones diagnósticas, terapéuticas y de manejo destinadas a lidiar con el riesgo y la enfermedad, clasificadas según los recursos disponibles.
Las directrices y las cascadas de la Organización Mundial de Gastroenterología (WGO, por sus siglas en inglés) están destinadas a resaltar las opciones de manejo apropiadas, sensibles al contexto y sensibles a los recursos para todas las áreas geográficas, independientemente de si están “en desarrollo”, “semi-desarrolladas” o “desarrolladas”. Las cascadas de la WGO tienen en cuenta el contexto, y éste no está definido únicamente por la disponibilidad de recursos.
Las opciones en cascada son clave, tanto para el diagnóstico como para el tratamiento de la estrongiloidiasis, y representan la parte más importante de este documento. Se hace especial hincapié en las categorías de patrón oro, recursos medios y recursos bajos. Además, también sugerimos uno o más algoritmos para orientar al médico cuando analiza la historia clínica del paciente, sus signos y síntomas clínicos, los exámenes diagnósticos y las opciones de tratamiento.
Independientemente del nivel local de recursos, la cascada de tratamiento de la estrongiloidiasis ofrece una única opción: la ivermectina de dosis única. En caso de fracaso del tratamiento y en vista de la falta de evidencia de tratamientos alternativos, recomendamos repetir la dosis de ivermectina en 2 días.
La estrongiloidiasis es una infección por Strongyloides stercoralis (Fig. 1), una lombriz que se encuentra ampliamente presente en áreas tropicales y subtropicales, pero también en países con climas templados (Tabla 3).
La estrongiloidiasis es diferente de todas las otras infecciones helmínticas transmitidas por el suelo debido a que los huevos producto de partenogénesis del gusano parásito hembra hacen eclosión cuando aún están en el intestino y dan lugar a larvas rabditiformes.
El ciclo de vida del parásito consta de dos etapas importantes: la etapa rabditiforme y la etapa filariforme (Figs. 2, 3).
Aunque la estrongiloidiasis tiene una ruta de infección similar a las otras helmintiasis transmitidas por el suelo, requiere otras herramientas de diagnóstico más allá de la microscopía y requiere un tratamiento diferente. En las áreas en las que se ha utilizado la quimioterapia antihelmíntica preventiva con ivermectina para controlar la oncocercosis o la filariasis linfática, se ha observado una reducción notable en la prevalencia de la estrongiloidiasis [6–10]. El Comité de Medicamentos Esenciales de la OMS ha incluido la ivermectina en su lista, incluso en combinación con albendazol, para la estrongiloidiasis. Aproximadamente 900 millones de personas reciben ahora esta combinación como parte de las campañas de enfermedades tropicales desatendidas (a menudo designadas por sus siglas en inglés: NTD) [11].
Strongyloides stercoralis tiene un ciclo de vida único y complejo. La Figura 4 describe las rutas singulares de su replicación.
El ciclo de vida de Strongyloides es más complejo que el de la mayoría de los nematodos, alternando entre ciclos de vida libre y formas parasitarias; puede además provocar autoinfección y multiplicarse dentro del hospedero. Hay dos tipos de ciclo:
La estrongiloidiasis es endémica en las regiones tropicales y subtropicales (Figuras 5-8), y es probable que su prevalencia sea mucho más alta que los 100 millones de personas anteriormente citadas: se han publicado estimaciones más altas, de hasta 370 millones de personas [2].
La parasitosis también se encuentra muy difundida en el este de Europa, y se han notificado focos dispersos de infección en personas de edad avanzada en la región mediterránea.
Sabemos poco sobre la prevalencia de la infección, y menos sobre la carga clínica de su morbilidad. Si está realmente extendida, el riesgo de hiperinfección iatrogénica (cuando el paciente está con tratamiento inmunosupresor) resulta todo un desafío. Se cree que la tasa de infección de la estrongiloidiasis afecta hasta al 40% de la población en algunas zonas tropicales y subtropicales [14].
Las infecciones de los migrantes pueden darse en cualquier país y pueden consituir un peligro a nivel mundial. Los pacientes pueden aparecerse en cualquier consultorio de cualquier lugar del planeta.
El mayor factor de riesgo en general es la mala situación socioeconómica en un ambiente en el que Strongyloides es endémico.
La forma de presentación de la estrongiloidiasis varía de asintomática a severa, y puede conducir a síndrome de hiperinfección y enfermedad diseminada; se acompaña de una alta tasa de mortalidad en pacientes inmunodeprimidos.
En los trópicos hay muchos pacientes con artritis reumatoide, asma bronquial y glomerulonefritis que reciben tratamiento esteroide por períodos prolongados. En algunos lugares se puede adquirir los corticoides libremente en las farmacias.
La estrongiloidiasis no es una infección oportunista importante asociada al SIDA, pero es una infección oportunista asociada al virus linfotrópico de células T humanas tipo I (HTLV-I) [19]. Si bien los pacientes con el virus de inmunodeficiencia humana y con síndrome de inmunodeficiencia adquirida (VIH/SIDA) pueden tener síndrome de estrongiloidiasis diseminada o síndrome de hiperinfección, los estudios observacionales no han demostrado un mayor riesgo en esta población [20].
La estrongiloidiasis aguda a menudo es asintomática y puede permanecer oculta durante décadas. De no tratarse, los pacientes inmunocompetentes a menudo tienen infecciones crónicas asintomáticas toda su vida.
Las infecciones crónicas pueden ser una causa importante de morbilidad no declarada. Asimismo, faltan herramientas eficientes de diagnóstico, ya que las existentes a menudo son engorrosas y de baja sensibilidad, por lo que no se conoce la verdadera prevalencia de la infección y la morbilidad. Dado que la estrongiloidiasis es vista como una enfermedad inusual, se ha invertido poco en estudios de diagnóstico o epidemiológicos, especialmente en niños.
La presencia de la estrongiloidiasis clínicamente aparente puede provocar síntomas cutáneos, gastrointestinales y pulmonares.
La clave para diagnosticar la estrongiloidiasis (Tabla 5) es tener un alto índice de sospecha: el diagnóstico solo se puede hacer con certeza cuando se identifica el gusano en las heces. Si hay una carga baja de lombrices, como las larvas se liberan en las heces de forma intermitente, a menudo es imposible detectar el gusano si solo se examina una muestra de heces. Es preciso realizar un análisis seriado de las muestras tomadas a lo largo de 3 días. Es importante determinar la leucocitosis, al igual que la eosinofilia (valores elevados en el 50% de los pacientes).
El estado de eosinofilia de un paciente puede ser confuso: es un signo muy útil en infecciones simples y sin complicaciones, y está ausente en la mayoría de los casos de estrongiloidiasis diseminada.
La Tabla 6 presenta una lista de signos y síntomas que se pueden observar con el síndrome de hiperinfección y estrongiloidiasis diseminada [20].
La evidencia destaca la necesidad de investigar a los pacientes con eosinofilia, incluso sin antecedentes de haber habitado o visitado un área endémica.[22].
Se han desarrollado varios procedimientos de diagnóstico a lo largo de los años, y su uso depende de la disponibilidad local y la experiencia relevante: pruebas del hilo, aspirados duodenales, biopsia duodenal, lavado broncoalveolar (LBA), pruebas de inmunodiagnóstico y exámenes repetidos de heces frescas con diferentes métodos.
La prevalencia mundial de la infección por Strongyloides stercoralis ha sido subestimada durante mucho tiempo. Probablemente eso se deba a que se confía mucho en la microscopía directa de las heces y la técnica de Kato-Katz, que se utilizan frecuentemente en estudios de prevalencia pero que son inadecuados para la detección de S. stercoralis [23]. Los métodos frecuentemente utilizados que se basan en muestras fecales tienen una sensibilidad particularmente baja. La microscopía se puede mejorar si se examinan varias muestras de heces, y se aplican las técnicas de concentración [24], pero la sensibilidad sigue siendo baja.
Tanto en países de ingresos bajos/medios como en países desarrollados, parece haber cada vez menos profesionales bien capacitados en la identificación microscópica de parásitos.
Lodh y col. [25] presentaron resultados de estudios que muestran que es posible detectar el ADN de S. stercoralis en la orina. Una vez disponibles, y si son lo suficientemente sensibles, las pruebas de muestras de orina pueden ser atractivas, ya que requieren mucho menos mano de obra y recursos y no implican el riesgo para la salud que implica examinar materias fecales frescas [25].
El hallazgo microscópico de larvas en heces, líquido duodenal u ocasionalmente en otros tejidos o líquidos permite hacer un diagnóstico definitivo de estrongiloidiasis (Tablas 7, 8; Figs. 10, 11). Sin embargo, debido a la baja densidad de larvas, la prueba no es sensible si se realiza un único examen [26].
Se utilizan varios métodos para identificar las larvas en las heces por microscopía:
- Técnica del embudo de Baermann (todavía considerada como el patrón oro)
- Técnica de concentración formol-éter (TCFE).
- Método de Harada- Mori papel de filtro, cultivo.
- Método de Koga, cultivo en placa de agar.
- Uso de un microscopio de disección para visualizar larvas en placas de agar.
- Frotis directo de heces en solución salina-tinción de yodo de lugol
El uso de estos métodos depende de la disponibilidad de recursos locales y especialmente de la experiencia del microscopista.
Los análisis de heces en busca de Strongyloides que utilizan la técnica del embudo de Baermann y el método de cultivo en agar de Koga son los mejores métodos de diagnóstico en materias fecales disponibles actualmente para trabajar en el terreno. Estos métodos detectan el parásito con mayor sensibilidad que otros métodos fecales.
En comparación con la técnica de Baermann y el cultivo en placa de agar, las pruebas serológicas tienen una mayor sensibilidad, aunque a algunos autores les preocupa su especificidad [20].
El método serológico más conveniente y el más utilizado es el ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA) con el que se detecta inmunoglobulina G (IgG) en suero contra un extracto crudo de larvas filariformes. El ensayo ELISA es muy engorroso y requiere un cierto nivel de infraestructura de laboratorio tanto para realizarlo como para interpretar los resultados, todo lo cual ha obstaculizado su aplicabilidad, especialmente en áreas donde Strongyloides es endémico [26]. Además, la serología tiene un valor limitado para el seguimiento después de la curación en áreas endémicas, ya que los individuos se pueden reinfectar.
Existen muchas afecciones que producen síntomas similares, como ciertas patologías que provocan diarrea aguda o crónica y malabsorción, eosinofilia y septicemia Gram negativa grave. En el diagnóstico diferencial se deben considerar los siguientes:
El elemento de diagnóstico clave es pensar en la estrongiloidiasis como un posible diagnóstico e identificar el parásito directamente y/o mediante pruebas serológicas/ moleculares.
El tratamiento de la estrongiloidiasis (Tabla 9) es difícil porque, a diferencia de otras infecciones por helmintos, la carga del Strongyloides debe erradicarse por completo.
Si bien algunos autores afirman que estos términos describen dos aspectos diferentes de la infección (hiperinfección: altos niveles de larvas en las partes habituales del cuerpo; diseminación: larvas presentes en cualquier parte del cuerpo, que no se incluyen generalmente en el ciclo parasitario), probablemente se pueden usar indistintamente. De hecho, ambos se refieren a una carga parasitaria muy alta y una rápida propagación de la infección, generalmente en pacientes inmunosuprimidos y, a menudo, asociados con el tratamiento con corticosteroides. La hiperinfección conlleva un alto riesgo de septicemia a gérmenes Gram negativos, por lo que generalmente se administran antibióticos de amplio espectro, especialmente para prevenir la meningitis bacteriana.
En personas con enfermedad crítica que presentan hiperinfección o estrongiloidiasis diseminada y que no pueden tomar medicamentos orales, la ivermectina se ha administrado con éxito por vía subcutánea [36]. En el caso de pacientes graves, la ivermectina se administra diariamente durante al menos 14 días, y la duración total del tratamiento depende del momento de negativización del examen microscópico de los líquidos corporales que eran positivos para larvas (puede ser materias fecales u orina u otros en casos de hiperinfección) [37].
La infección se previene evitando el contacto directo de la piel con suelos que contengan las larvas infectantes. Las personas en riesgo, especialmente los niños, deben usar calzado cuando caminan en áreas de suelos infectados. Es preciso identificar a los pacientes en riesgo y se les debe realizar las pruebas de diagnóstico apropiadas antes de comenzar la terapia inmunosupresora.
Los contactos domiciliarios no corren riesgo de infección. La adecuada eliminación de las excretas humanas reduce sustancialmente la prevalencia de la estrongiloidiasis.
No existe ningún régimen profiláctico aceptado y no se dispone de vacuna.
En el caso de pacientes hospitalizados con estrongiloidiasis se deben respetar las precauciones estándar. Las medidas higiénicas como el uso de guantes y batas o túnicas y un diligente lavado de manos son importantes para quienes entren en contacto potencial con las heces del paciente [20].
El estudio de Forrer y col. [46] mostró que el tratamiento en la comunidad con ivermectina en una dosis única contra S. stercoralis más saneamiento redujo efectivamente el riesgo de infección en las comunidades rurales de Camboya; más del 85% de los habitantes de las aldeas se mantienen negativos 1 año después del tratamiento. El control de infecciones es factible y altamente beneficioso, particularmente en combinación con mejoras en el saneamiento [46].
Khieu y col. [47] encontraron que la infección con S. stercoralis era mucho menos frecuente en los individuos que tenían letrina en el hogar que en los que carecían de ella. El riesgo atribuible de la población calculada se reduciría en un 39% si todos los participantes usaran una letrina para defecar [17,47].
Croker y She destacan que la alta prevalencia de eosinofilia en personas con infección latente por Strongyloides en el condado de Los Ángeles resalta la importancia de estudiar a las personas con eosinofilia en las que se han descartado causas más comunes [48].
StrongNet [38] una red internacional dedicada a mejorar el diagnóstico y el acceso al tratamiento para el control de la estrongiloidiasis, plantea la necesidad de utilizar un método diagnóstico mejor y fácil de usar en el campo, e insiste en la importancia de siempre contar con ivermectina en gran escala para el control de la estrongiloidiasis en áreas endémicas. Gracias a los esfuerzos de esta red, la ivermectina se ha incluido recientemente en la Lista de medicamentos esenciales de la OMS para el tratamiento de la estrongiloidiasis; el objetivo final es desarrollar una estrategia de control de salud pública e incluir S. stercoralis en la estrategia de quimioterapia preventiva de la OMS para la helmintiasis transmitida por el suelo.
La estrongiloidiasis aguda y crónica tienen un buen pronóstico. Sin embargo, debido al ciclo de autoinfección la infección no tratada puede persistir durante el resto de la vida del paciente. El hecho que un paciente se ausente de manera prolongada de un área endémica no es garantía de que no presente la infección. La infección diseminada severa es frecuentemente un evento fatal y, a menudo, no responde a la terapia.
En la estrongiloidiasis crónica, la inmunosupresión plantea un riesgo de autoinfección acelerada. Puede provocar un síndrome similar a la sepsis, hiperinfección por S. stercoralis y diseminación de larvas a órganos distantes como el sistema nervioso central, pudiendo provocar una meningitis a S. stercoralis [49].
1. World Health Organization. Soil-transmitted helminth infections [Internet]. Geneva: World Health Organization; 2017 [accessed 2018 Mar 13]. Available from: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs366/en/.
2. Bisoffi Z, Buonfrate D, Montresor A, Requena-Méndez A, Muñoz J, Krolewiecki AJ, et al. Strongyloides stercoralis: a plea for action. PLoS Negl Trop Dis 2013 May 9;7(5):e2214.
3. Umur Ş, Meral Y, Bölükbaş CS, Gürler AT, Açici M. First clinical Strongyloides stercoralis case in a dog in Turkey. Turk J Vet Anim Sci 2017;41:312–5.
4. Pidchayathanakorn P. Nemathelminthes [46 slides] [Internet] 2015 [accessed 2018 Mar 13]. Available from: https://www.slideshare.net/PaemikaPidchayathana/nemathelminthes-review.
5. Kelly P. Infectious diarrhoea. Med Abingdon 2015 May;43(5):253–8.
6. Knopp S, Mohammed KA, Rollinson D, Stothard JR, Khamis IS, Utzinger J, et al. Changing patterns of soil-transmitted helminthiases in Zanzibar in the context of national helminth control programs. Am J Trop Med Hyg 2009 Dec;81(6):1071–8.
7. Anselmi M, Buonfrate D, Guevara Espinoza A, Prandi R, Marquez M, Gobbo M, et al. Mass administration of ivermectin for the elimination of onchocerciasis significantly reduced and maintained low the prevalence of Strongyloides stercoralis in Esmeraldas, Ecuador. PLoS Negl Trop Dis 2015 Nov;9(11):e0004150.
8. Barda B, Albonico M, Buonfrate D, Ame SM, Ali S, Speich B, et al. Side benefits of mass drug administration for lymphatic filariasis on Strongyloides stercoralis. Prevalence on Pemba Island, Tanzania. Am J Trop Med Hyg 2017 Sep;97(3):681–3.
9. Bisoffi Z. Human strongyloidiasis: time to act? Paper presented at the 27th European Congress of Clinical Microbiology And Infectious Diseases (ECCMID), Vienna, April 2017. Basel, Switzerland: European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases; 2017. (ESCMID eLibrary). Available from: www.escmid.org/escmid_publications/escmid_elibrary/material/?mid=44339.
10. World Health Organization. What are intestinal worms (soil transmitted helminthiasis)? [Internet]. Geneva: World Health Organization; [accessed 2018 Mar 13]. Available from: http://www.who.int/intestinal_worms/disease/en/.
11. Bundy DAP, Appleby LJ, Bradley M, Croke K, Hollingsworth TD, Pullan R, et al. Mass deworming programs in middle childhood and adolescence. In: Bundy DAP, de Silva N, Horton S, Jamison DT, Patton GC, editors. Child and Adolescent Health and Development [Internet]. 3rd ed. Washington, DC: International Bank for Reconstruction and Development / World Bank Group; 2017. p. 165–82. (Disease Control Priorities; vol. 8). Available from: http://dcp-3.org/chapter/2437/deworming.
12. Centers for Disease Control and Prevention. Parasites — Strongyloides [Internet]. Atlanta, GA: Centers for Disease Control and Prevention; 2015 [accessed 2018 Mar 13]. Available from: https://www.cdc.gov/parasites/strongyloides/biology.html.
13. Ross KE, Bradbury RS, Garrard TA, O’Donahoo FJ, Shield JM, Page W, et al. The National Strongyloides Working Group in Australia 10 workshops on: commendations and recommendations. Aust N Z J Public Health 2017 Jun;41(3):221–3.
14. Schär F, Trostdorf U, Giardina F, Khieu V, Muth S, Marti H, et al. Strongyloides stercoralis: global distribution and risk factors. PLoS Negl Trop Dis 2013;7(7):e2288.
15. Puthiyakunnon S, Boddu S, Li Y, Zhou X, Wang C, Li J, et al. Strongyloidiasis — an insight into its global prevalence and management. PLoS Negl Trop Dis 2014 Aug;8(8):e3018.
16. Kearns TM, Currie BJ, Cheng AC, McCarthy J, Carapetis JR, Holt DC, et al. Strongyloides seroprevalence before and after an ivermectin mass drug administration in a remote Australian Aboriginal community. PLoS Negl Trop Dis 2017 May;11(5):e0005607.
17. Schär F, Giardina F, Khieu V, Muth S, Vounatsou P, Marti H, et al. Occurrence of and risk factors for Strongyloides stercoralis infection in South-East Asia. Acta Trop 2016 Jul;159:227–38.
18. Buonfrate D, Mena MA, Angheben A, Requena-Mendez A, Muñoz J, Gobbi F, et al. Prevalence of strongyloidiasis in Latin America: a systematic review of the literature. Epidemiol Infect 2015 Feb;143(3):452–60.
19. Crompton DWT, Engels D, Savioli L, Montresor A, Neira M, editors. Preparing to control schistosomiasis and soil-transmitted helminthiasis in the twenty-first century [special double issue of journal]. Acta Trop 2003;86(2–3):121–347.
20. Centers for Disease Control and Prevention. Parasites — Strongyloides. Resources for health professionals [Internet]. Atlanta, GA: Centers for Disease Control and Prevention; 2016 [accessed 2018 Mar 13]. Available from: https://www.cdc.gov/parasites/strongyloides/health_professionals/index.html.
21. Smith JD, Goette DK, Odom RB. Larva currens. Cutaneous strongyloidiasis. Arch Dermatol 1976 Aug;112(8):1161–3.
22. Repetto SA, Ruybal P, Solana ME, López C, Berini CA, Alba Soto CD, et al. Comparison between PCR and larvae visualization methods for diagnosis of Strongyloides stercoralis out of endemic area: A proposed algorithm. Acta Trop 2016 May;157:169–77.
23. Buonfrate D, Formenti F, Perandin F, Bisoffi Z. Novel approaches to the diagnosis of Strongyloides stercoralis infection. Clin Microbiol Infect 2015 Jun;21(6):543–52.
24. Knopp S, Mgeni AF, Khamis IS, Steinmann P, Stothard JR, Rollinson D, et al. Diagnosis of soil-transmitted helminths in the era of preventive chemotherapy: effect of multiple stool sampling and use of different diagnostic techniques. PLoS Negl Trop Dis 2008;2(11):e331.
25. Lodh N, Caro R, Sofer S, Scott A, Krolewiecki A, Shiff C. Diagnosis of Strongyloides stercoralis: detection of parasite-derived DNA in urine. Acta Trop 2016 Nov;163:9–13.
26. van Doorn HR, Koelewijn R, Hofwegen H, Gilis H, Wetsteyn JCFM, Wismans PJ, et al. Use of enzyme-linked immunosorbent assay and dipstick assay for detection of Strongyloides stercoralis infection in humans. J Clin Microbiol 2007 Feb;45(2):438–42.
27. Anamnart W, Pattanawongsa A, Intapan PM, Maleewong W. Albendazole stimulates the excretion of Strongyloides stercoralis larvae in stool specimens and enhances sensitivity for diagnosis of strongyloidiasis. J Clin Microbiol 2010 Nov;48(11):4216–20.
28. Tello R, Terashima A, Marcos LA, Machicado J, Canales M, Gotuzzo E. Highly effective and inexpensive parasitological technique for diagnosis of intestinal parasites in developing countries: spontaneous sedimentation technique in tube. Int J Infect Dis 2012 Jun;16(6):e414-416.
29. Siddiqui AA, Berk SL. Diagnosis of Strongyloides stercoralis infection. Clin Infect Dis 2001 Oct 1;33(7):1040–7.
30. World Gastroenterology Organisation. Acute diarrhea in adults and children: a global perspective [Internet]. Milwaukee, WI: World Gastroenterology Organisation; 2012 [accessed 2018 Mar 13]. Available from: http://www.worldgastroenterology.org/guidelines/global-guidelines/acute-diarrhea/acute-diarrhea-english.
31. Varatharajalu R, Kakuturu R. Strongyloides stercoralis: current perspectives. Rep Parasitol 2016;(5):23–33.
32. Medscape. Ivermectin (Rx). Brand and other names: Stromectol. Dosage forms & strengths. [Internet]. Medscape; [accessed 2018 Mar 13]. Available from: https://reference.medscape.com/drug/stromectol-ivermectin-342657.
33. Horton J. Albendazole: a review of anthelmintic efficacy and safety in humans. Parasitology 2000;121 Suppl:S113-132.
34. Venkatesan P. Albendazole. J Antimicrob Chemother 1998 Feb;41(2):145–7.
35. Henriquez-Camacho C, Gotuzzo E, Echevarria J, White AC, Terashima A, Samalvides F, et al. Ivermectin versus albendazole or thiabendazole for Strongyloides stercoralis infection. Cochrane Database Syst Rev 2016 Jan 18;(1):CD007745.
36. Chiodini PL, Reid AJ, Wiselka MJ, Firmin R, Foweraker J. Parenteral ivermectin in Strongyloides hyperinfection. Lancet 2000 Jan 1;355(9197):43–4.
37. Boulware DR. Strongyloides infection. BMJ Best Pract [Internet]. Available from: http://bestpractice.bmj.com/best-practice/monograph/907/treatment/step-by-step.html.
38. Albonico M, Becker SL, Odermatt P, Angheben A, Anselmi M, Amor A, et al. StrongNet: An international network to improve diagnostics and access to treatment for strongyloidiasis control. PLoS Negl Trop Dis 2016 Sep;10(9):e0004898.
39. Luvira V, Watthanakulpanich D, Pittisuttithum P. Management of Strongyloides stercoralis: a puzzling parasite. Int Health 2014 Dec;6(4):273–81.
40. Maskery B, Coleman MS, Weinberg M, Zhou W, Rotz L, Klosovsky A, et al. Economic analysis of the impact of overseas and domestic treatment and screening options for intestinal helminth infection among US-bound refugees from Asia. PLoS Negl Trop Dis 2016 Aug;10(8):e0004910.
41. Nelson GS. [Review of D.I. Grove, A history of human helminthology (1990).]. J Helminthol 1991;65(2):120.
42. Ross KE, O’Donahoo FJ, Garrard TA, Taylor MJ. Simple solutions to Strongyloides stercoralis infection. BMJ Clin Res Ed 2013 Oct 22;347:f6294.
43. European Medicines Agency Committee for Medicinal Products for Veterinary Use (CVMP). Reflection paper on anthelmintic resistance [Internet]. London: European Medicines Agency; 2017 [accessed 2018 Mar 13]. Available from: http://www.ema.europa.eu/ema/index.jsp?curl=pages/regulation/general/general_content_001563.jsp&mid=WC0b01ac058002ddc2.
44. Wood IB, Amaral NK, Bairden K, Duncan JL, Kassai T, Malone JB, et al. World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology (W.A.A.V.P.) second edition of guidelines for evaluating the efficacy of anthelmintics in ruminants (bovine, ovine, caprine). Vet Parasitol 1995 Jun;58(3):181–213.
45. Coles GC, Bauer C, Borgsteede FH, Geerts S, Klei TR, Taylor MA, et al. World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology (W.A.A.V.P.) methods for the detection of anthelmintic resistance in nematodes of veterinary importance. Vet Parasitol 1992 Sep;44(1–2):35–44.
46. Forrer A, Khieu V, Schindler C, Schär F, Marti H, Char MC, et al. Ivermectin treatment and sanitation effectively reduce Strongyloides stercoralis infection risk in rural communities in Cambodia. PLoS Negl Trop Dis 2016 Aug;10(8):e0004909.
47. Khieu V, Schär F, Forrer A, Hattendorf J, Marti H, Duong S, et al. High prevalence and spatial distribution of Strongyloides stercoralis in rural Cambodia. PLoS Negl Trop Dis 2014 Jun;8(6):e2854.
48. Croker C, She R. Increase in reports of Strongyloides infection — Los Angeles County, 2013–2014. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 2015 Aug 28;64(33):922–3.
49. Keiser PB, Nutman TB. Strongyloides stercoralis in the immunocompromised population. Clin Microbiol Rev 2004 Jan;17(1):208–17.
50. World Health Organization. World Health Assembly adopts resolution on neglected tropical diseases [Internet]. Geneva: World Health Organization; 2013 [accessed 2018 Mar 13]. Available from: http://www.who.int/neglected_diseases/WHA_66_seventh_day_resolution_adopted/en/.